Biodiversität

Gefüllte Blüten: Schön, aber nutzlos für Insekten

Gefüllte Blüten sind in vielen Gärten und Parks beliebt, doch ihre Züchtung hat oft unbeabsichtigte Folgen für die Insektenwelt. Während ungefüllte Blüten Pollen und Nektar für Bestäuber zugänglich machen, fehlt dies bei gefüllten Blüten häufig oder ist nur schwer erreichbar. Dieser Artikel beleuchtet die ökologischen Auswirkungen gefüllter Blüten auf Wildbienen und andere Bestäuber, erklärt die Unterschiede zu ungefüllten Blüten und zeigt Alternativen auf, die sowohl ästhetisch ansprechend als auch ökologisch wertvoll sind.

Zuchtrosen haben gefüllte Blüten
Auch die beliebte Zuchtrose hat gefüllte Blüten. Ohne erreichbare Staubblätter ist sie für Bestäuber wertlos.

Was sind gefüllte Blüten?

Was klingt wie ein exotisches Gericht in einem Vier-Sterne-Restaurant ist das Ergebnis spezieller Züchtungen von Blütenpflanzen und oft in Vorgärten und Parks zu finden. Ziel dieser Züchtungen ist es die Staubblätter, also das Pollen erzeugende Organ von männlichen oder zwittrigen Blüten, in zusätzliche Blütenblätter umzuwandeln, damit die Blüten besonders groß und prachtvoll aussehen. Leider macht diese genetische Mutation diese Blühpflanzen für Bestäuber wie Wildbienen, Hummeln und Schmetterlinge absolut wertlos.

Warum sind gefüllte Blüten für Bestäuber ungeeignet?

In einer Studie von Corbet et al. (2001) wurden gefüllte und einfache Blüten von der gleichen Pflanzenart verglichen. Die normalen (oder auch einfachen bzw. ungefüllten) Blüten wurden signifikant häufiger von Bestäubern besucht und hatten eine höhere Fruchtansatzrate. Woran liegt das?

  1. Kein oder wenig Pollen: Da die Staubblätter fehlen oder reduziert sind, bieten diese Blüten kaum oder keinen Pollen als Nahrung.
  2. Kein oder schwer erreichbarer Nektar: In vielen gefüllten Blüten sind die Nektarien verdeckt oder verschwunden.
  3. Erschwerter Zugang: Die dichten Blütenblätter verhindern, dass Bestäuber ins Innere der Blüte gelangen. Besonders Hummeln haben Schwierigkeiten mit stark gefüllten Blüten, da diese oft zu tief oder zu komplex sind, um effizient nach Nektar zu suchen.

Und nicht nur das: Viele Bestäuber orientieren sich nach optischen Reizen. Gefüllte Blüten locken sie an, ohne eine wirkliche Belohnung zu bieten. Die Bestäuber verlieren dadurch Energie und Zeit, was ihre Bestäubungsleistung für andere Pflanzen in der Umgebung senkt.

Wie erkennt man diese Blüten?

Wenn man den Eindruck hat, es befindet sich eine „Blüte in der Blüte“ liegt man meistens richtig. Im Englischen heißen diese Zuchtpflanzen daher auch „Double Flower“ oder „Double-flowered“. Beim Kauf verrät ein Blick auf das Etikett mehr: Dort wird der Name der Pflanze meistens als „Gefüllt“, „Double“ oder „Duo“ bezeichnet. Oft ist auch der Begriff „Gefüllte Mischung“ auf den Verpackungen zu finden. Leider enthält der der lateinische Artname nur selten den eindeutigen Zusatz fl. pl. (lat. flore pleno, „mit voller Blüte“).

Die bekannteste und vermutlich älteste Blütenpflanze mit gefüllten Blüten ist die übrigens die Zuchtrose. Andere Beispiele für Pflanzen mit gefüllten Blüten sind z.B.:

  • Gefüllte Sonnenblumen
  • Gefüllte Dahlien
  • Gefüllte Chrysanthemen
  • Gefüllte Petunien
  • Gefüllte Pfingstrosen

Alternative: Insektenfreundliche, ungefüllte Blüten

Aber keine Angst, es müssen jetzt nicht alle liebgewonnen Zuchtrosen aus den Gärten verschwinden. Wichtig ist, dass in unmittelbarer Nähe auch einige heimische Pflanzen mit gefüllten Blüten kultiviert werden, um den Bestäubern genug Nahrung zu bieten. Bei Wildbienen sind z.B. folgende Blühpflanzenarten besonders beliebt:

  • Wilde Möhre (Daucus carota )
  • Wildrosen (z. B. Rosa canina)
  • Kornblume (Centaurea cyanus)
  • Echte Malve (Malva sylvestris)
  • Ringelblume (Calendula officinalis)
  • Lavendel (Lavandula angustifolia)
  • Echte Betonie (Betonica officinalis)
  • Glockenblumen (z.B. Campanula patula, Campanula rapunculoides, Campanula persicifolia)
  • Klatschmohn (Papaver rhoeas)
  • Klee (z.B. Trifolium pratense, Trifolium repens)
  • Wollziest (Stachys byzantina)
  • Gemeine Schafgarbe (weiß!) (Achillea millefolium)
  • Gewöhnliche Skabiose (Scabiosa columbaria)
  • Gewöhnlicher Natternkopf (Echium vulgare)

Und es existieren natürlich noch viele viele mehr!

Hier findet man tolle Infos zu Pflanzen mit denen man Wildbienen fördern kann:

Broschüre: „Gefährdete Wildbienen – Nisthilfen bauen und Lebensräume schaffen“ des BUND

Broschüre: „Naturnützliche Wildsträucher“ des NABU

WILDBIENEN & Co. in Oldenburger Gärten“ der Unteren Naturschutzbehörde Stadt Oldenburg

„Heimische Blütenpflanzen für unsere Wildbienen“ eine Empfehlung von Oliver Kwetschlich und des BUND Bremen

Fazit

Gefüllte Blüten sehen zwar spektakulär aus, doch sie tragen wenig zur Förderung der Biodiversität bei. Wer Insekten unterstützen möchte, sollte auf ungefüllte Blüten zurückgreifen. So wird der Garten nicht nur schön, sondern auch ein Paradies für Bestäuber.


Quellen:

Buchmann, S. L., & Nabhan, G. P. (1996) The forgotten pollinators. Island Press.

Corbet, S. A., et al. (2001) Native or Exotic? Double or Single? Evaluating Plants for Pollinator-friendly Gardens. Annals of Botany, 87(2), 219-232. https://doi.org/10.1006/anbo.2000.1322

Palmersheim, M. C., et al. (2022) If You Grow It, They Will Come: Ornamental Plants Impact the Abundance and Diversity of Pollinators and Other Flower-Visiting Insects in Gardens. Horticulturae8(11), 1068. https://doi.org/10.3390/horticulturae8111068

Posted by Juliane Schäffer in Biodiversität, Praxis, Wildbienen, 0 comments

Biodiversität im Weinberg fördern – Mehr Leben zwischen den Reben

Biodiversität im Weinberg zu fördern, ist nicht nur gut für die Natur – sie stärkt auch die Reben, verbessert die Bodenqualität und trägt zum ökologischen Gleichgewicht bei. Ein vielfältiger Lebensraum schützt vor Schädlingen, beugt Erosion vor und steigert langfristig die Resilienz des Weinbergs gegenüber Klimastress. Das klingt nach einer Win-Win-Situation! Und so geht’s mit 6 effektiven Maßnahmen:

Durch vielfältig begrünte Zwischenzeilen lässt sich die Biodiversität im Weinbau leicht förden.

6 effektive Maßnahmen zur Förderung der Biodiversität im Weinberg

1. Blütenreiche Begrünung fördern und Trittsteinbiotope erschaffen

Ein zentraler Baustein zur Förderung der Biodiversität im Weinberg ist die vielfältige Begrünung zwischen den Rebzeilen sowie die Anlage blütenreicher Randstrukturen wie Saumbereiche, Wegränder oder Wegspitzen. Diese Lebensräume bieten Nahrung, Schutz und Fortpflanzungsmöglichkeiten für zahlreiche Insektenarten. Dabei eignen sich besonders Wegspitzen zur Erschaffung sogenannter „Trittsteinbiotope„. Bei diesen handelt es sich um kleine, blütenreiche Oasen, die Insekten dabei helfen sich in der Monokultur zu bewegen und neue Lebensräume zu erschließen. Sind solche Strukturen mosaikartig in der Landschaft verteilt, leisten sie einen wichtigen Beitrag zur Erhaltung gesunder und stabiler Ökosysteme im Weinbau.

Im Vergleich zur Feldwirtschaft hat der Weinanbau einen entscheidenden Vorteil: Zwischen den Rebzeilen können Blühstreifen angelegt werden, ohne dass auf kostbare bewirtschaftbare Fläche verzichtet werden muss. Noch dazu schützt eine dauerhafte Begrünung den Boden vor Erosion, verbessert die Wasseraufnahme, verhindert das Abschwemmen von Nährstoffen, fördert die Bodenfauna und bietet Kleintieren Schutz.

Ordentlich aber leblos: Ein Weinberg mit kurzgemähter Rasenfläche zwischen den Rebzeilen.


Leider sieht man oft nur total „aufgeräumte“ Weinberge, mit kurzgemähten Rasenflächen und ohne Blühpflanzen. Warum? Unbegründete Angst vor Schädlingen oder der Wunsch einen ordentlichen Weinberg zu haben. Warum nicht, zumindest in jeder 2. Rebzeile, einfach mal wachsen lassen? Dies macht nicht nur weniger Arbeit während der Saison, sondern ist gut für die Stabilität des Ökosystems.

2. Das richtige Saatgut wählen oder einfach mal nichts machen

Die Begrünung kann entweder durch die natürliche Ansiedlung sogenannter Spontanvegetation entstehen (einfach mal wachsen lassen!) oder gezielt durch die Einsaat regionaltypischer Wildpflanzen erfolgen. Für letzteres bitte nur heimisches (autochthones) Regio-Saatgut verwenden: Eine Verfälschung der lokalen Flora wird so vermieden und gezüchtete Pflanzen mit geringem ökologischen Wert werden nicht ins Gebiet eingebracht. Außerdem lassen sich so gezielt mehrjährige Blühflächen mit einer Standzeit von zwei bis fünf Jahren etablieren. Diese bieten auch in den Wintermonaten wichtige Strukturen – etwa durch abgestorbene Pflanzenstängel, die von vielen Insekten zur Überwinterung und Fortpflanzung genutzt werden. Vor allem spezialisierte Wildbienen sind auf einen langzeitlich angelegten Blühpflanzenbestand angewiesen.

3. Begrünung richtig pflegen

Die Pflege von Rebzwischenzeilen, Blühflächen und Saumbereichen spielt eine zentrale Rolle für den Erhalt der Insektenvielfalt. Eine effektive Methode um die Bioversität zu fördern ist eine sogenannte Staffel- oder Mosaikmahd. Dabei werden nicht alle Flächen gleichzeitig, sondern zeitlich versetzt gemäht. So bleibt immer ein Teil der Vegetation stehen und bietet Insekten weiterhin Nahrung und Schutz.

Außerdem: Mäh- oder Mulchenarbeiten am allerbesten nur einmal im Jahr in den Wintermonaten durchführen. Eine Mahd vor Mitte Juni ist nicht empfehlenswert, da viele Wildpflanzen zu diesem Zeitpunkt noch in der Hauptblüte stehen.

Sind langfristig Blühstreifen mit mehrjährigen Pflanzen oder Wegspitzen etabliert, die für den Weinanbau nicht gemäht oder geplegt werden müssen, so hat sich auch ein Umbrechen der Flächen nach einigen Jahren als geeignet erwiesen. Vorausgesetzt die Fläche ist nicht von üppigen Brombeerbewuchs betroffen und es befindet sich ein gleichwertiger Blühstreifen in der näheren Entfernung als alternative Nahrungsquelle für spezialisierte Wildbienenarten.

4. Walzen und Mähen statt Mulchen

Ideal wäre es, komplett auf das sogenannte Mulchen zu verzichten, welches im Weinbau zu den Standardverfahren gehört. Denn beim Mulchen wird das Pflanzenmaterial stark zerkleinert, wobei viele darin lebende Kleintiere wie Insekten, Spinnen oder Käfer vernichtet werden.

Wesentlich insektenfreundlicher sind das Walzen oder das Mähen. Beim Mähen sollte das Mähwerk auf eine Höhe von mindestens 15 Zentimetern eingestellt werden. So haben am Boden lebende Tiere die Möglichkeit, rechtzeitig zu fliehen. Das Mahdgut sollte nicht sofort, sondern erst einige Tage nach dem Schnitt entfernt werden. Dadurch können Samen noch ausfallen, und verbliebene Tiere finden einen Rückzugsort.

Es muss aus wirtschaftlichen Gründen gemulcht werden? Auch hier kann ein höherer Abstand zum Boden eingestellt werden.

5. Durch Strukturvielfalt Lebensräume schaffen

Natürliche Strukturelemente wie Trockenmauern, Steinriegel, Totholzhaufen oder felsige Bereiche sind für viele Insekten und andere Tiere von großer Bedeutung. Sie bieten geschützte Rückzugsorte, dienen als Sonnenplätze, Überwinterungsquartiere und Fortpflanzungsstätten. Auch für das Sozialverhalten mancher Arten, etwa bei der Balz oder Reviermarkierung, spielen sie eine wichtige Rolle.

Damit diese Strukturen ihre ökologische Funktion erfüllen können, ist es wichtig, sie freizuhalten und nicht zu überwuchern. Geht ein solches Landschaftselement verloren, sollte unbedingt ein naturnaher Ersatz geschaffen werden, um die Artenvielfalt im Weinberg zu erhalten und zu fördern.

6. Brachflächen pflegen!

Unbewirtschaftete Flächen, sogenannte Brachflächen, sind inmitten unserer intensiv genutzten Kulturlandschaft wichtige Rückzugsorte für Insekten. Sie bieten eine wertvolle Kombination aus Blütenpflanzen, Kleinstrukturen und offenen Bodenstellen, die vielen Arten als Lebensraum dienen.

Doch diese ökologischen Nischen sind gefährdet: Wenn Brachflächen langfristig nicht gepflegt werden, kommt es zur Verbuschung z.B. mit Brombeeren. Dabei verschwinden viele Wildkräuter und mit ihnen auch die Vielfalt an Lebensräumen. Um dem entgegenzuwirken, sollten Brachflächen in regelmäßigen Abständen gepflegt und offen gehalten werden. Wie häufig das nötig ist, hängt von der Standortqualität und der natürlichen Wüchsigkeit ab. Einmal im Jahr in den Wintermonaten zu mähen hat sich in der Praxis bewährt.

Wichtig ist, dabei behutsam vorzugehen: Einzelne wertvolle Strukturen wie Hecken, Gehölzgruppen oder Totholz sollten erhalten bleiben, da sie ebenfalls wichtige Funktionen im Ökosystem erfüllen.

Fazit: Jeder Weinberg kann zur Artenvielfalt beitragen

Biodiversität im Weinberg fördern bedeutet, Verantwortung zu übernehmen – für die Natur, für künftige Generationen und für die Qualität des eigenen Weines. Einige der Maßnahmen sind mit erhöhtem Aufwand verbunden und können kostspielig sein, aber auch schon kleine Maßnahmen können eine große Wirkung entfalten.

Sie sind Weinkonsument und möchten die Biodiversität in Weinbergen fördern? Unterstützen Sie lokale Weingüter, die sichtbar Biodiversität und Insektenvielfalt auf ihren Weinbergen leben. Sie wohnen nicht in einer Weinregion? Oft gibt die Homepage der Weingüter mehr Informationen über die Strategie der Weingüter preis.

Weiterführende Literatur und Quellen:

Diese praktischen Informationen stammen aus meiner Arbeit im Projekt „Biodiversität in Weinbausteillagen – Wechselwirkungen zwischen Steillagenbewirtschaftung und Biodiversität unter Berücksichtigung der Ressourcensicherung“ (FKZ: 2811HS003) im Dienstleistungszentrum Ländlicher Raum Mosel. Mehr Informationen zu diesem BLE-Forschungsprojekt und den vollständigen Abschlussbericht gibt es hier:

Böhm L, Krahner A, Porten M, Maixner M, Schäffer J, Schmitt T (2024) Crossing Old Concepts: The Ecological Advantages of New Vineyard Types. Diversity. 16 (1), 44. https://doi.org/10.3390/d16010044.

Schmid-Egger C, & Witt R (2014) Ackerblühstreifen für Wildbienen – Was bringen sie wirklich? Ampulex, 6, 13–22 http://www.ampulex.de/ampu6.pdf

Viers JH, Williams JN, Nicholas KA, Barbosa O, Kotzé I, Spence L, Webb LB, Merenlender A, Reynolds M (2013) Vinecology: pairing wine with nature. Conservation Letters, 6(5), 287–299.
https://doi.org/10.1111/conl.12011

Posted by Juliane Schäffer in Biodiversität, Landwirtschaft, Praxis, Weinbau, 0 comments

Warum die DNA-Identifizierung von Insekten nur Arten, aber nicht Individuen zählt

Die genetische Fingerprint-Technologie hat die Bestimmung von Insektenarten revolutioniert. Mit DNA-Analysen lassen sich selbst winzige Fragmente von Insekten zuverlässig einer Art zuordnen. Doch obwohl diese Methode wertvolle Erkenntnisse liefert, hat sie eine entscheidende Einschränkung: Sie erlaubt keine exakte Zählung der Individuen. Warum das so ist und welche Auswirkungen das auf die Forschung hat, erfährst du in diesem Artikel.

Genetische Methoden wie das DNA-Barcoding vereinfachen die Art-Identifikation von Insekten. Bild erstellt mit KI (DALL·E), generiert von ChatGPT (OpenAI). Nutzung nur mit Erlaubnis.

Wie funktioniert die DNA-Analyse zur Bestimmung von Insekten?

Bei der DNA-Identifizierung von Insekten kommen meist zwei Methoden zum Einsatz:

  1. DNA-Barcoding: Hierbei wird ein kurzer Abschnitt der mitochondrialen DNA (meist das COI-Gen) sequenziert und mit einer Datenbank verglichen. Dadurch lässt sich eine Art eindeutig identifizieren.
  2. Metabarcoding: Diese Methode wird bei Proben mit vielen Insekten oder Umweltproben (z. B. Bodenproben) genutzt. Dabei wird die gesamte DNA extrahiert und analysiert, um festzustellen, welche Arten in der Probe vorkommen.

Beide Methoden haben den großen Vorteil, dass sie auch kleinste Fragmente oder schwer bestimmbare Larven erfassen können. Doch bei der Frage nach der Individuenzahl stoßen sie an ihre Grenzen.

Warum kann die DNA-Analyse keine Individuen zählen?

1. Unterschiedliche DNA-Mengen pro Individuum

Nicht jedes Insekt enthält gleich viel DNA. Größere Individuen besitzen mehr Zellen und damit mehr genetisches Material als kleinere. Wenn eine Probe aus mehreren Tieren besteht, kann es passieren, dass eine große Heuschrecke mit viel DNA eine Vielzahl kleinerer Insekten in der Analyse „überstimmt“.

2. DNA-Zersetzung und Fragmentierung

In vielen Fällen liegen Insektenproben nicht als ganze Individuen vor, sondern als zerkleinerte oder zersetzte Fragmente. Besonders in Umweltproben kann DNA durch äußere Einflüsse wie Feuchtigkeit oder UV-Strahlung abgebaut werden. Dadurch können manche Arten überrepräsentiert und andere unterrepräsentiert sein.

3. PCR-Verzerrungen bei der Analyse

Die DNA-Analyse nutzt die Polymerase-Kettenreaktion (PCR), um bestimmte DNA-Abschnitte zu vervielfältigen. Dieser Prozess ist jedoch nicht für alle Arten gleich effizient. Manche DNA-Sequenzen vervielfältigen sich leichter als andere, was zu einer Verzerrung der Ergebnisse führt. So könnte es aussehen, als ob eine Art häufiger vorkommt, obwohl nur ein einziges Individuum vorhanden war.

4. Unterschiedliche Zellzahlen in Gewebeproben

Verschiedene Insektenarten haben unterschiedlich viele Zellkerne in ihren Geweben. Das bedeutet, dass eine Art mit besonders hoher Zellanzahl eine größere Menge an extrahierbarer DNA liefert als eine Art mit geringer Zellzahl – selbst wenn beide mit der gleichen Individuenzahl vertreten sind.

Welche Auswirkungen hat das auf die Forschung?

Die Tatsache, dass DNA-Analysen nur Arten, aber keine Individuenzahlen erfassen können, hat weitreichende Folgen für Studien zur Biodiversität und zum Insektenrückgang:

  • Kein exakter Populationsvergleich: Da DNA-Analysen keine präzise Individuenzählung ermöglichen, sind Vergleiche zwischen Standorten oder Zeiträumen schwierig. Veränderungen in der Artzusammensetzung können erfasst werden, aber nicht, ob eine Art tatsächlich seltener oder häufiger wird.
  • Eingeschränkte ökologische Aussagen: In ökologischen Studien ist es oft wichtig zu wissen, wie viele Individuen einer Art vorhanden sind – etwa, um die Rolle einer Art im Nahrungsnetz zu verstehen. Mit DNA-Analysen kann man das nicht zuverlässig bestimmen.
  • Kombination mit anderen Methoden nötig: Um die Anzahl der Individuen korrekt zu erfassen, müssen DNA-Analysen mit traditionellen Monitoring-Methoden wie Malaise-Fallen oder Lichtfallen kombiniert werden.

Zusammenfassung: DNA-Analysen sind wertvoll, aber keine Zählmethode

Die DNA-basierte Bestimmung von Insekten ist eine bahnbrechende Methode zur Erfassung der Artenvielfalt. Sie ermöglicht es, selbst schwer identifizierbare Arten zuverlässig nachzuweisen. Doch wenn es darum geht, die genaue Anzahl der Individuen zu bestimmen, stößt sie an ihre Grenzen. Die Lösung liegt in einer Kombination aus genetischen und klassischen Erfassungsmethoden, um ein vollständiges Bild der Insektenpopulationen zu erhalten.


Interesse an Wildbienenbestimmung? Erfahre in diesem Artikel ob Bestimmungs-Apps für Wildbienen bald die Experten überflüssig machen.

Quellen:

Hurst, G. D. D., & Jiggins, F. M. (2005). Problems with mitochondrial DNA as a marker in population, phylogeographic and phylogenetic studies: The effects of inherited symbionts. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences, 272(1572), 1525–1534. https://doi.org/10.1098/rspb.2005.3056

Whitworth, T. L., Dawson, R. D., Magalon, H., & Baudry, E. (2007). DNA barcoding cannot reliably identify species of the blowfly genus Protocalliphora (Diptera: Calliphoridae). Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences, 274(1619), 1731–1739. https://doi.org/10.1098/rspb.2007.0062

Song, H., Buhay, J. E., Whiting, M. F., & Crandall, K. A. (2008). Many species in one: DNA barcoding overestimates the number of species when nuclear mitochondrial pseudogenes are coamplified. Proceedings of the National Academy of Sciences, 105(36), 13486–13491. https://doi.org/10.1073/pnas.0803076105

Srivathsan, A., Lee, L., Katoh, K., Hartop, E., Narayanan Kutty, S., & Meier, R. (2021). ONTbarcoder and MinION barcodes aid biodiversity discovery and identification by everyone, for everyone. BMC Biology, 19(1), 217. https://doi.org/10.1186/s12915-021-01132-4

Hebert, P. D. N., Ratnasingham, S., Zakharov, E. V., Telfer, A. C., Levesque-Beaudin, V., Milton, M. A., Pedersen, S., Jannetta, P., & deWaard, J. R. (2016). Counting animal species with DNA barcodes: Canadian insects. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences, 371(1702), 20150333. https://doi.org/10.1098/rstb.2015.0333

Posted by Juliane Schäffer in Biodiversität, Wissenschaft, 0 comments

Können Künstliche Intelligenz und Apps Wildbienen fehlerfrei bestimmen?

In den letzten Jahren haben sich KI-gestützte Bestimmungs-Apps rasant weiterentwickelt. Plattformen wie iNaturalist, ObsIdentify oder Wildbienen Id BienABest ermöglichen es mittlerweile, Wildbienen durch einfache Foto-Uploads automatisch bestimmen zu lassen. Doch wie zuverlässig sind diese Technologien wirklich? Können sie eine präzise, wissenschaftlich fundierte Identifikation garantieren? Die Antwort ist nein – zumindest noch nicht.

Bestimmungsapps zur Identifizierung von Insekten werden immer besser und beliebter. Bild erstellt mit KI (DALL·E), generiert von ChatGPT (OpenAI). Nutzung nur mit Erlaubnis.

Im letzten Artikel ging es um Insektenfallen und warum diese für die Biodiversitätsforschung unverzichtbar sind. In Zeiten der künstlichen Intelligenz stellt sich natürlich die Frage, ob diese das mühselige fangen, präparieren, etikettieren und bestimmen von Insekten überflüssig machen könnte. Schließlich kostet das alles Zeit, Geld und wertvolle Insektenleben. Und es stimmt: Künstliche Intelligenz und automatisierte Bildanalyse kann die Bestimmung vereinfachen und beschleunigen, jedoch stoßen sie besonders bei komplexen Insektengruppen wie Wildbienen an klare Grenzen. Viele Arten sind sich so ähnlich, dass selbst erfahrene Taxonomen sie nur unter dem (Stereo)-Mikroskop anhand von winzigen Unterschieden sicher bestimmen können.

Warum sind KI und Apps bei der Wildbienen-Bestimmung noch unzuverlässig?

🐝 Hohe Artenvielfalt und Ähnlichkeit
Die Familie der Wildbienen (Apidae) umfasst allein in Deutschland über 580 Arten, von denen viele nur durch minimale Unterschiede in Behaarung, Körperbau oder Flügeladern zu unterscheiden sind. Besonders bei den Gattungen Andrena, Lasioglossum oder Hylaeus sind oft winzige Details entscheidend, die eine KI bzw. eine Kamera nur schwer erfassen kann.

🐝 Unzureichende Trainingsdaten für viele Arten
KI-Systeme sind darauf angewiesen, große Mengen an Trainingsdaten zu verarbeiten. Während für weit verbreitete Arten wie die Gehörnte Mauerbiene (Osmia cornuta) oder die Ackerhummel (Bombus pascuorum) bereits zahlreiche Bilder existieren, fehlen für seltene oder schwer fotografierbare Arten oft ausreichend hochwertige Aufnahmen. Ohne diese Daten kann die KI keine zuverlässige Bestimmung liefern.

🐝 Notwendigkeit mikroskopischer Merkmale
Viele Wildbienenarten lassen sich nur durch spezielle anatomische Merkmale unterscheiden – etwa die Struktur der Flügeladern, die Form der Fühler oder sogar Details der Genitalien. Diese Merkmale können von einer Kamera oft nicht erfasst werden, was die Bestimmung über Fotos allein unmöglich macht.

🐝 Beeinflussung durch Umweltfaktoren
Lichtverhältnisse, Schattenwurf, schlechte Bildqualität oder eine ungünstige Perspektive können dazu führen, dass die KI falsche Rückschlüsse zieht. So kann eine dunkle Lichtstimmung oder ein bestimmter Kamerawinkel aus einer Anthophora schnell eine vermeintliche Bombus-Art machen.

Wo können KI und Apps dennoch hilfreich sein?

Für viele Forschungsfragen, z.B. welche und wieviele Arten in einem Gebiet leben, oder ob bestimmte Biodiversitätsmaßnahmen förderlich für Zöönosen sind, kann die Bestimmung per App (noch) nicht für Wildbienen und viele andere Insektenfamilien angewendet werden. Aber wer weiß was die Zukunft bringt?

Trotzdem gibt es Bereiche, in denen künstliche Intelligenz einen echten Mehrwert bietet:

  • Grobe Einordnung bis zur Gattung oder Artengruppe
    KI kann oft zumindest die richtige Gattung oder Artengruppe identifizieren. So kann sie beispielsweise erkennen, ob es sich um eine Hummel, Sandbiene oder Furchenbiene handelt. Für eine exakte Artbestimmung ist jedoch fast immer eine Überprüfung durch einen Experten erforderlich.
  • Citizen Science & Biodiversitätsmonitoring
    Plattformen wie iNaturalist oder Observation.org nutzen KI, um Bürgerwissenschaftler (Citizen Scientists) bei der Identifikation zu unterstützen. Auch wenn die Bestimmungen nicht immer korrekt sind, liefern diese Daten wertvolle Hinweise auf das Vorkommen bestimmter Arten und helfen dabei, langfristige Veränderungen im Wildbienenbestand zu erfassen.

Oft wird auch der Vorteil erwähnt, dass mithilfe der Apps große Mengen an Insektenproben vorselektiert werden können, damit sie anschließend von Experten genauer bestimmt werden können. Das klingt erst mal gut, ist jedoch meiner Meinung in der Praxis nicht praktikabel. Von jedem Individuum muss nämlich für die Bestimmung per App ein Foto gemacht und das Handy bedient werden. Das alles braucht auch viel Zeit und diese sollte besser in eine schnelle Schulung der wissenschaftlichen Mitarbeiter investiert.

Zusammenfassung: KI ist eine wertvolle Hilfe, aber kein Ersatz für Experten

Die Fortschritte in der KI-gestützten Bestimmung sind beeindruckend, doch bei komplexen Artengruppen wie den Wildbienen bleiben sie noch weit von einer fehlerfreien Identifikation entfernt. Künstliche Intelligenz kann also helfen, grobe Einordnungen vorzunehmen aber menschliche Experten sind nach wie vor unverzichtbar, wenn es um eine präzise Bestimmung geht.

Für Wissenschaft, Naturschutz und Biodiversitätsforschung können Bestimmungs-Apps trotzdem eine wertvolle Unterstützung sein – aber nur, wenn ihre Grenzen klar erkannt und ihre Ergebnisse immer kritisch überprüft werden.

Quellen und weiterführende Links:
Observation International: Diese gemeinnützige Stiftung betreibt Plattformen wie Observation.org und die App ObsIdentify, die mithilfe von KI Naturbeobachtungen sammeln und bestimmen.
https://observation-international.org/de/

iNaturalist: Ein soziales Netzwerk und Citizen-Science-Projekt, das durch KI-gestützte Bestimmung und Expertenvalidierung zur Dokumentation der Artenvielfalt beiträgt.
https://www.inaturalist.org/

Wildbienen Id BienABest: Eine App, die die Bestimmung der 100 häufigsten Wildbienenarten Deutschlands ermöglicht.
https://www.bienabest.de/app-wildbienen-id-bienabest

Posted by Juliane Schäffer in Biodiversität, Wildbienen, Wissenschaft, 0 comments

Insektenmonitoring: Warum sind Insektenfallen unverzichtbar?

Insekten sind essenziell für unser Ökosystem – doch um ihren Bestand und Rückgang zu verstehen, müssen sie wissenschaftlich erfasst werden. Auch auf dieser Website werden genadelte Wildbienen und Berichte zu Studien präsentiert, in denen Insekten über Jahre hinweg gesammelt wurden.

Oft hört man dazu leider kritische Stimmen wie:
🗨️ „Kein Wunder, dass es keine Insekten mehr gibt!“
🗨️ „Ihr wollt euch Naturschützer nennen?“

Sicherlich tötet kein Biologe die Tiere gern – doch es gibt wichtige Gründe, warum diese Methode für die Forschung unverzichtbar ist.

Insektenfallen sind unverzichtbar
Genadelte Wildbienen aus einem Insektenmonitoring.


Warum ist Insektenmonitoring wichtig?

Um den Zustand von Insektenpopulationen zu bewerten, sind langfristige Daten erforderlich. Nur so lässt sich herausfinden:

  • Welche Arten leben in einem Gebiet?
  • Wie verändern sich die Bestände über Jahre?
  • Welche Maßnahmen fördern die Biodiversität?

Wissenschaftler kommen also um ein Insektenmonitoring so einfach nicht herum. Das Hauptproblem hierbei: Leider ist es nur bei wenigen Insektenordnungen (z. B. Schmetterlinge) möglich, die Tiere direkt im Feld (lebend) zu bestimmen. Die meisten Insekten zu klein, zu schnell oder zu ähnlich, sodass eine Bestimmung unter dem Stereomikroskop oder mit genetischen Methoden erforderlich ist.

Dies kostet viel Zeit, Geld und macht ein Insektenmonitoring zu einer langwierigen Angelegenheit. Noch dazu gibt es für viele Insektengruppen nur sehr wenige Experten, weshalb es sinnvoll ist, für bestimmte Fragestellungen über Massenfänge simple Gewichtsdaten zu erfassen. Ein bekanntes Beispiel hierfür ist die Krefelder Studie (Hallmann et al., 2017), die den drastischen Rückgang der Insekten in Deutschland dokumentierte – basierend auf Daten aus Malaise-Fallen.

Was sind Malaise-Fallen – und warum sind sie umstritten?

Malaise-Fallen sind zeltartige Konstruktionen aus Insektengitter, die fliegende Insekten in ein Alkoholbehältnis leiten (s. Abbildung). Sie stehen oft in der Kritik, da man mit ihnen ungezielt Insekten abfängt und somit neben den eigentlichen Studienobjekten viel „Beifang“ erhält. Da Malaise-Fallen keine anlockende Eigenschaft haben, sind kritische Aussagen darüber, dass Insektenforscher mit ihnen Naturschutzgebiete „aussaugen“ würden, natürlich falsch.

Eine Malaise-Falle fängt Fluginsekten, die zufällig in die Netze geraten. Foto: User:DKrieger, CC BY-SA 4.0, via Wikimedia Commons

Wie viele Insekten fängt eine Malaise-Falle? Der Vergleich mit der Spitzmaus

Die Menge, die durch solch eine Malaise-Falle der Natur entnommen wird, ist vergleichsweise sogar ziemlich gering. Uhler et al. (2022) erfassten in ihrer Vergleichsstudie ~3,05 g Insekten pro Tag, wobei zur Hauptsaison des Insektenfluges Ende Juli und Anfang August am meisten erfasst wurde. Die Fallen befanden sich in Wäldern und auf Wiesen im Steigerwald, im Spessart und im Hunsrück.

Oft hört man, dass eine Malaise-Falle pro Tag „nur so viele Insekten fängt wie eine Spitzmaus frisst“. Stimmt das überhaupt? Obwohl man im Internet dazu schnell viele, aber schwankende Angaben findet, ist eine glaubhafte Quelle nicht so einfach auszumachen. Ein altes Paper von Morrison et al. (1957), in dem mehrere, teilweise sehr alte Daten zusammengefasst wurden, ist genauer: Die 11 g leichte Waldspitzmaus Sorex araneus, die häufigste Spitzmaus Mitteleuropas, frisst 6,8 g Mehlwürmer pro Tag.

Vergleicht man diese Nahrungsmenge mit dem, was eine Malaise-Falle laut Uhler et al. (2022) aus der Natur abfängt, dann frisst die Waldspitzmaus sogar mehr als doppelt so viel Gramm Insekten pro Tag als die Monitoring-Falle. Vermutlich ist Kritikern dieses Verhältnis überhaupt nicht bewusst. Kein Wunder: In der Krefelderstudie wurden 53,54 kg Biomasse gesammelt, was laut den Autoren Millionen von Insekten entspricht (Hallmann et al., 2017). Diese großen Zahlen können schon mal zu Missverständnissen führen. Rechnen wir mal genauer: In den 27 Jahren, in denen das Monitoring stattfand, sind das bei einer Gesamtdauer der Fallenexposition von 16908 Tagen also 3,17 g Insektenbiomasse pro Tag und das verteilt auf durchschnittlich 3,5 verschiedene Standorte pro Jahr (Hallmann et al., 2017). Auch in dieser Studie also wieder viel weniger als eine Waldspitzmaus pro Tag frisst.

Die Insektenfalle als weiterer Räuber

Ganz nüchtern betrachtet handelt es sich bei der Insektenwelt eigentlich um den großen Nahrungstopf der Natur für höher entwickelte Tiere. Spitzmäuse, Igel, Fledermäuse, Vögel, Frösche, Schlangen und Eidechsen bedienen sich alle ausgiebig an der Speisetafel der vielfältigen Insektenwelt. Sofern sie weit genug von einander wegstehen, fällt eine Malaisefalle mehr oder weniger am Tisch gar nicht ins Gewicht.

Aus dem Nachteil einen Vorteil machen

Wie bereits erwähnt, ist ein Nachteil der Insektenfallen jeglicher Bauart im Vergleich zum manuellen Insektenfang immer, dass auch Beifang in die Fallen gerät. Also Insekten, die gar nicht Objekt der Studie sind. Die Wissenschaftler sortieren die Beifänge feinsäuberlich aus, konservieren sie in Alkohol, etikettieren sie und lagern sie ein. Und dann verstauben sie im Keller der Universitäten.

Warum nicht also von der bereits getanen Arbeit profitieren, diese Datensätze untersuchen und dabei auch noch lebende Insekten verschonen?

Obwohl es sich teilweise um hochinteressante Datensätze handelt, findet sich leider kaum ein Wissenschaftler, der diese untersucht. Das große Problem ist dabei die Finanzierung von Doktoranden- und Post-Doc-Stellen. Das Bundesministerium für Forschung und Bildung (BMBF), welches in Deutschland den Großteil der Fördergelder für Forschung vergibt, als auch andere Institutionen wollen bei ihrer Auswahl vor allem eins: Innovation. Das bedeutet, dass man selbst bei Biodiversitätsprojekten lieber auf neue Studien mit neuen Fragestellung setzt, als alte Daten bereits stattgefundener Monitorings tiefgreifender zu untersuchen oder staubige Proben aus dem Keller zu holen. Natürlich ist das verständlich, schließlich muss Deutschland wissenschaftlich und wirtschaftlich mit der ganzen Welt konkurrieren.

Aber wieso nicht aus dem Nachteil des Beifangs einen Vorteil machen und die bereits gesammelten Insekten ebenfalls untersuchen? Man würde sich sicherlich das ein oder andere neue Monitoring sparen Mit den heutigen genetischen Methoden des Meta-Barcodings würde das sogar sehr schnell gehen (einen Artikel dazu ob diese DNA-Analysen demnächst geschulte Taxonomen ersetzen könnten gibt es hier). Taugt der Beifang nicht mehr für weitere Analysen, dann könnten Alkoholpräparate von Insekten in Bestimmungskursen für Studenten verwendet werden.

Mal abgesehen von den Beifangproben existieren außerderm oft riesige Datensätze, die aufgrund der Zeitknappheit von Doktoranden nur teilweise statistisch ausgewertet werden können. Man könnte also die ein oder andere Fragestellung beanworten und die Grundlagenforschung in der Entomologie voran bringen, wenn Gelder auch für die weitere Analyse bereits stattgefundener Studien zur Verfügung stehen würden.

Zusammenfassung: Insektenmonitoring mit Insektenfallen ist richtig und wichtig.

Nur so lässt sich der Insektenbestand bewerten und nur so lassen sich geeignete Methoden entwickeln um besonders gefährdete Arten gezielter fördern zu können. Die Insektenfallen entnehmen nur eine sehr geringe Menge aus der Natur und haben keinen Einfluss auf die Biozönose eines Gebietes. Schade nur, dass sich wissenschaftlich nicht mehr mit dem Beifang beschäftigt wird.

Halt Moment! Was ist denn mit Bestimmungs-Apps? Können die nicht helfen Insektenmonitoring mit tödlichen Fallen zu minimieren?

Ob künstliche Intelligenz helfen kann, erfährst du im nächsten Beitrag.

Und was ist mit dem gezielten Einsatz von Farbschalen um Beifang beim Wildbienenmonitoring zu reduzieren?

Ein guter Einwand! Dieser Artikel ist gerade in Bearbeitung.

Quellen:

Hallmann, C.A., Sorg, M., Jongejans, E., Siepel, H., Hofland, N., Schwan, H. et al. (2017) More than 75 percent decline over 27 years in total flying insect biomass in protected areas. PLoS One, 12(10), e0185809. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0185809

Morrison, P. R., Pierce, M., Ryser, F. A. (1957) Food Consumption and Body Weight in the Masked and Short-Tail Shrews. The American Midland Naturalist, 57(2), 493–501. https://doi.org/10.2307/2422414

Uhler, J., Haase, P., Hoffmann, L., Hothorn, T., Schmidl, J., Stoll, S. et al. (2022) A comparison of different Malaise trap types. Insect Conservation and Diversity, 15(6), 666–672. Available from: https://doi.org/10.1111/icad.12604

Posted by Juliane Schäffer in Biodiversität, Insekten, Wissenschaft, 0 comments